广东药科大学,广东 广州510006
摘要:随着耐药菌在世界范围内的出现和传播,替代疗法以弥补抗生素耐药的重要性愈发重要。群感效应(Quorum sensing, QS)是通过感知细菌密度以调控相关基因表达的一种现象,涉及到包括毒力因素表达在内的各种常见细菌行为,据研究群体感应似乎与对抗细菌感染有关。铜绿假单胞菌(Pseudomonas aeruginosa, PAO1),一种常见的机会条件致病菌,是引起急、慢性感染的主要病原体。其致病性与群体感应系统密切相关。本文综述了铜绿假单胞菌PAO1中QS系统的复杂性及抗菌敏感性机制。
关键词:抗生素,耐药, 群感效应,铜绿假单胞菌。
1.前言
抗生素是目前用于细菌感染最有效的药物。然而,由于细菌耐药性的反复发生大大限制了这些药物的有效性以及我们的治疗选择。根据世界卫生组织(WTO)相关报告,多重耐药(multidrug-resistant,MDR)菌株的逐渐增多已经成为全世界关注的公共卫生问题。能合成β-内酰胺酶的革兰阴性菌包括铜绿假单胞菌和大肠杆菌最容易出现多重耐药现象[1]。
细菌对抗生素的耐药性可以是固有的、突变产生的、也可以是通过编码不同菌株的遗传物质获得的[2],因此,细菌能够逃避可能破坏物种可持续性繁殖的侵袭。过度使用抗生素可能会产生高水平的选择压力,从而促进耐药菌的出现[2, 3]。细菌对侵略性化合物的适应是一种非常复杂的保护机制。在细菌行为方面的研究进展表明,细胞间存在一种称为QS的通讯机制能够调节细菌行为[4]。实际上,群感效应是指细菌能够通过合成和释放自诱导分子(autoinducer,AI)来检测其种群密度,当达到一个临界浓度时,自诱导分子即信号分子就能启动相关基因的表达,调控细菌的生物行为[5]。
目前,已经有证据表明QS机制具有帮助细菌逃避抗生素攻击的能力。例如,在大肠杆菌中,过量SdiA (一种以依赖细胞密度的方式调节细胞分裂的LuxR同源蛋白)会导致多重耐药性,并增加AcrAB蛋白(抗生素外排泵AcrAB-TolC的一种成分)的表达[6]。
铜绿假单胞菌是一种常见的具有广泛耐药性的革兰阴性致病菌[1]。作为一种致病病原体,它具有侵入性且能产生一系列毒力因子,并在可能造成局部损伤或散播的不同宿主组织中定居,导致危及生命的系统性感染。据报道PAO1感染是导致院内获得性感染、手术部位感染、腹腔感染和尿路感染的十大最常见原因之一[7, 8]。然而,在这些细菌模型中,很少有研究探讨QS机制与细菌对常规抗生素的敏感性之间的关系[9, 10]。本报告的目的是综述QS机制与细菌对铜绿假单胞菌抗生素反应之间的潜在关系。
2.铜绿假单胞菌发病机理
铜绿假单胞菌与人类宿主的相互作用主要通过铜绿假单胞菌中粘附性的鞭毛和IV型菌毛。鞭毛与宿主上皮神经节苷脂、唾液酸GM1和GM2结合,从而促使宿主细胞与具有高度炎性的细菌表面附属物如脂多糖(LPS)接触[11]。在与宿主细胞接触后,铜绿假单胞菌通过激动型三型分泌系统(T3SS)向宿主细胞质中分泌细胞毒素[7, 11]。它所产生的蛋白酶会破坏细菌间紧密连接连接程度,并允许铜绿假单胞菌在宿主体内传播。PAO1产生的绿脓菌素能够干扰宿主ATP合成和氧化还原循环过程,进一步加剧感染[11, 12]。另一种重要的毒力相关分子荧光铁载体在生物膜形成过程中也起到十分重要的作用。在铁耗尽的情况下,例如在感染期间观察到的,荧光铁载体作为铁螯合剂来帮助铜绿假单胞菌在宿主中存活[13]。
3.铜绿假单胞菌中的QS机制
铜绿假单胞菌具有三个主要的QS系统 (las、rhl和pqs),分别通过合成酶LasI、RhlI和qPQS驱动产生自诱导信号分子N-3-氧代十二烷酰-L-高丝氨酸内酯 (3-oxo-C12-HSL)、N-丁酰基-L-高丝氨酸内酯(C4-HSL)和2-庚基-3-羟基-4-喹诺酮(PQS)。在las系统中,当信号分子3-oxo-C12-HSL在细胞环境中达到一定的阈值浓度时能够激活相关转录因子LasR并与之相互作用,进而促进lasI表达,引发LasB弹性蛋白酶、LasA蛋白酶、Apr碱性蛋白酶、外毒素A等毒力因子的产生。同样,rhl系统在转录和转录后也由las系统以分层方式进行调控,信号分子C4-HSL与转录因子RhlR的相互作用可以增加rhlI的表达,提高鼠李糖脂、绿脓菌素、LasB弹性蛋白酶、氰化氢和细胞毒性凝集素的产量。在pqs系统中,喹诺酮信号2-庚基-3-羟基-4-喹诺酮 (PQS)以复杂的方式与酰基同丝氨酸内酯(AHLs)系统相互作用[14, 15]。铜绿假单胞菌的次生代谢产物在细胞应激时被整合到QS系统中,并在las和rhl QS系统之间起连接作用[16]。 目前已经发现第四种细胞间通信信号被称为“集成QS系统”(IQS) [17]。该QS系统采用了新型的群体感应信号分子(2-(2-羟基苯基)-噻唑-4-碳醛),据研究其能在磷酸盐耗尽的条件下接管部分中心las系统的功能。此外,它还积能极调控qPQS和C4-HSL信号分子以及绿脓菌素、鼠李糖脂、弹力蛋白酶等毒力因子的产生[18]。
4.耐抗生素的机制
抗菌药物目前主要的作用机制包括杀菌作用和抑菌作用。这些机制主要是通过(1)抑制细菌细胞壁合成(如头孢噻肟,头孢类抗生素),(2)细菌DNA合成(如氧氟沙星,氟喹诺酮类抗生素),(3)细菌蛋白合成(如妥布霉素,氨基糖苷类抗生素),(4)影响细菌基本代谢产物(如叶酸)合成(如甲氧苄氨嘧啶,磺酰胺类)。然而人们对大多数抗生素产生耐药性的生化机制的了解并不透彻。一些人认为,当细菌首次接触到一种新的抗生素时,细菌往往很容易受到影响,仅有少数具有一些来自随机突变的遗传特征的细菌能够幸存,这些遗传特征不仅可以在细菌间传播,而且能通过繁殖传递给后代[19]。也有人认为耐药是由质粒或DNA小片段转运,一些质粒可以在细菌种间及种内实现细胞之间水平转移[20]。
铜绿假单胞菌对抗生素的耐药机制包括(1)促使抗生素灭活的酶的产生(如产生β-内酰胺酶降解β-内酰胺类抗生素)(2)耐药泵的产生(如MexAB-OrpM外排泵排出β-内酰胺类抗生素)和(3)目标位点或外膜的修改与改变 (如gyrA基因的突变致使其能够编码氟喹诺酮类抗生素的目标酶)。铜绿假单胞菌除了对单个抗生素的耐药外,还能产生对多种抗生素的耐药性,这是单个细菌中不同机制或单一的有效机制相互联系产生的交叉或共同耐药性的结果。在这种情况下,铜绿假单胞菌的耐药性主要依赖于β-内酰胺酶的产生和耐药泵的过表达[21]。
5.铜绿假单胞菌QS调节及细菌对抗生素的敏感性
根据之前的相关研究,我们推测QS机制可能会影响细菌对抗生素的敏感性。有趣的是,Karatuna和Yagci[9]报道,由下呼吸道感染的临床样本中所分离得到的铜绿假单胞菌缺乏QS相关基因,这些样本菌与野生型铜绿假单胞菌PAO1相比通常不容易受到抗生素影响(如哌拉西林、头孢他啶、妥布霉素和环丙沙星)。然而,这些临床分离的菌株可能存在固有的或获得的抗生素耐药性机制,这些机制在实验中没有得到证实。有趣的是,Rampioni等人[10]通过外排泵系统调制,论证了lasI基因表达的负调控因子rsaL在PAO1耐抗生素中的重要性。实际上,相对于野生型,rsaL突变体对甲氧苄啶,氯霉素,诺氟沙星和萘啶酸的敏感性增强,并且微阵列分析结果显示rsaL突变会导致mexEF-oprN多药物外排系统操纵子的下调。rsaL调控至少341个基因,包括涉及生物膜形成和抗生素耐药性的基因,这些基因可能有助于提高rsaL突变菌株对抗生素的敏感性。
6.结论
现在有很多关于细菌种群如何利用QS系统来交流和协调不同行为的报告。众所周知,细菌能够发展应对入侵化合物避免可能损害其物种可持续性的机制[2]。然而抗生素的过度使用可能导致耐药细菌[22]的增加。一方面,解决这一问题的一个重要的方法是开发新的能够抑制细菌耐药机制的活性药物[23];另一方面,数十年以来,人们关于抗QS的研究进行了大量研究,以便在有限的选择压力下提出对抗细菌感染的新方法。本文强调,QS可能有助于优化细菌产生的一些毒素,通过上调外排泵基因来逃避抗生素攻击。然而,我们不得不承认这种相互联系仍然是模糊的,并且QS系统在这个抵抗过程中的等级重要性需要被研究。虽然人们认识到外排泵系统是抗菌素耐药性、AHL管理和扩散的重要“枢纽”,但需要开展进一步的调查为QS在细菌适应抗菌药物侵袭中的重要性提供重要的论据,从而将QS作为有效的抗感染靶点。
期刊文章分类查询,尽在期刊图书馆最后,研究抗生素反应中QS系统和外排系统连接之间的互连也应该扩展到基于非AHLs的QS系统(PQS系统),因为它们可以代表铜绿假单胞菌中群感效应系统缺失的环节。
参考文献
[1] A.P. Magiorakos, A. Srinivasan, R. Carey et al, Multidrug-resistant, extensively drug-resistant and pandrug-resistant bacteria: an international expert proposal for interim standard definitions for acquired resistance, Clin Microbiol Infect, 18 (2012) 268-281.
[2] J. Davies, D. Davies, Origins and evolution of antibiotic resistance, Microbiol Mol Biol Rev, 74 (2010) 417-433.
[3] T. Rasamiravaka, M. El Jaziri, Quorum-Sensing Mechanisms and Bacterial Response to Antibiotics in P. aeruginosa, Curr Microbiol, 73 (2016) 747-753.
[4] B. LaSarre, M.J. Federle, Exploiting quorum sensing to confuse bacterial pathogens, Microbiol Mol Biol Rev, 77 (2013) 73-111.
[5] A. Deep, U. Chaudhary, V. Gupta, Quorum sensing and Bacterial Pathogenicity: From Molecules to Disease, J Lab Physicians, 3 (2011) 4-11.
[6] S. Rahmati, S. Yang, A.L. Davidson, E.L. Zechiedrich, Control of the AcrAB multidrug efflux pump by quorum-sensing regulator SdiA, Mol Microbiol, 43 (2002) 677-685.
[7] A. Crousilles, E. Maunders, S. Bartlett et al, Which microbial factors really are important in Pseudomonas aeruginosa infections, Future Microbiol, 10 (2015) 1825-1836.
[8] A.I. Hidron, J.R. Edwards, J. Patel et al, Antimicrobial-Resistant Pathogens Associated With Healthcare-Associated Infections: Annual Summary of Data Reported to the National Healthcare Safety Network at the Centers for Disease Control and Prevention, 2006–2007, Infect Control Hosp Epidemiol, 29 (2008) 996-1011.
[9] O. Karatuna, A. Yagci, Analysis of quorum sensing-dependent virulence factor production and its relationship with antimicrobial susceptibility in Pseudomonas aeruginosa respiratory isolates, Clin Microbiol Infect 16 (2010) 1770-1775.
[10] G. Rampioni, M. Schuster, E.P. Greenberg et al, Contribution of the RsaL global regulator to Pseudomonas aeruginosa virulence and biofilm formation, FEMS Microbiol Lett, 301 (2009) 210-217.
[11] S.L. Gellatly, R.E. Hancock, Pseudomonas aeruginosa: new insights into pathogenesis and host defenses, Pathog Dis, 67 (2013) 159-173.
[12] S. Hall, C. McDermott, S. Anoopkumar-Dukie et al, Cellular Effects of Pyocyanin, a Secreted Virulence Factor of Pseudomonas aeruginosa, Toxins (Basel), 8 (2016) 236.
[13] V.F.L. Yong, M.M. Soh, T.K. Jaggi, M. Mac Aogain, S.H. Chotirmall, The Microbial Endocrinology of Pseudomonas aeruginosa: Inflammatory and Immune Perspectives, Arch Immunol Ther Exp (Warsz), 66 (2018) 329-339.
[14] C.N. Wilder, S.P. Diggle, M. Schuster, Cooperation and cheating in Pseudomonas aeruginosa: the roles of the las, rhl and pqs quorum-sensing systems, ISME J, 5 (2011) 1332-1343.
[15] J. Rajkumari, S. Borkotoky, A. Murali et al, Cinnamic acid attenuates quorum sensing associated virulence factors and biofilm formation in Pseudomonas aeruginosa PAO1, Biotechnol Lett, 40 (2018) 1087-1100.
[16] S.P. Diggle, K. Winzer, S.R. Chhabra et al, The Pseudomonas aeruginosa quinolone signal molecule overcomes the cell density-dependency of the quorum sensing hierarchy, regulates rhl dependent genes at the onset of stationary phase and can be produced in the absence of LasR, Mol Microbiol, 50 (2003) 29-43.
[17] J. Lee, J. Wu, Y. Deng et al, A cell-cell communication signal integrates quorum sensing and stress response, Nat Chem Biol, 9 (2013) 339-343.
[18] J. Lee, L. Zhang, The hierarchy quorum sensing network in Pseudomonas aeruginosa, Protein Cell, 6 (2015) 26-41.
[19] L. Cantas, S.Q. Shah, L.M. Cavaco et al, A brief multi-disciplinary review on antimicrobial resistance in medicine and its linkage to the global environmental microbiota, Front Microbiol, 4 (2013) 96.
[20] J.M. Blair, M.A. Webber, A.J. Baylay et al, Molecular mechanisms of antibiotic resistance, Nat Rev Microbiol, 13 (2015) 42-51.
[21] V.H. Tam, K.T. Chang, K. Abdelraouf et al, Prevalence, resistance mechanisms, and susceptibility of multidrug-resistant bloodstream isolates of Pseudomonas aeruginosa, Antimicrob Agents Chemother, 54 (2010) 1160-1164.
[22] B.K. English, A.H. Gaur, The use and abuse of antibiotics and the development of antibiotic resistance, Adv Exp Med Biol, 659 (2010) 73-82.
[23] M. Mallea, A. Mahamoud, J. Chevalier et al, Alkylaminoquinolines inhibit the bacterial antibiotic efflux pump in multidrug-resistant clinical isolates, Biochem J, 376 (2003) 801-805.
作者简介:李珊,1993.05.01,女,汉,湖北省武汉市,学生,微生物与生化药学.
论文作者:李珊,仲苏月,王婉蓉,李浩明通讯作者
论文发表刊物:《中西医结合护理》2019年第02期
论文发表时间:2019/3/26
标签:铜绿论文; 细菌论文; 抗生素论文; 耐药性论文; 机制论文; 系统论文; 胞菌论文; 《中西医结合护理》2019年第02期论文;